Cytosolic delivery of membrane-penetrating QDs into T cell lymphocytes: implications in immunotherapy and drug delivery
Source abstract
Abstract
We report single-particle characterization of membrane-penetrating semiconductor quantum dots (QDs) in T cell lymphocytes. We functionalized water-soluble CdSe/CdZnS QDs with a cell-penetrating peptide composed of an Asp-Ser-Ser (DSS) repeat sequence. DSS and peptide-free control QDs displayed concentration-dependent internalization. Intensity profiles from single-particle imaging revealed a propensity of DSS-QDs to maintain a monomeric state in the T cell cytosol, whereas control QDs formed pronounced clusters. Single-particle tracking showed a direct correlation between individual QD clusters' mobility and aggregation state. A significant portion of control QDs colocalized with an endosome marker inside the T cells, while the percentage of DSS-QDs colocalized dropped to 9%. Endocytosis inhibition abrogated the internalization of control QDs, while DSS-QD internalization only mildly decreased, suggesting an alternative cell-entry mechanism. Using 3D single-particle tracking, we captured the rapid membrane-penetrating activity of a DSS-QD. The ability to characterize membrane penetrating activities in live T cells creates inroads for the optimization of gene therapy and drug delivery through the use of novel nanomaterials.
Source: openalex_inverted_index · Quality: candidate unverified · Source record ↗
Research context
OpenAlex topics: RNA Interference and Gene Delivery · Advanced biosensing and bioanalysis techniques · Quantum Dots Synthesis And Properties
SciVX discovery tags are terminology-based. OpenAlex topics are source-provided classifications.
Affiliations
Department of Chemistry
College of Liberal Arts and Sciences
University of Illinois at Chicago
Chicago
USA
Department of Oral Biology
College of Dentistry
Funding
Chicago Biomedical Consortium · National Institute of Dental and Craniofacial Research
References (71)
Show source-provided references
1. Farokhzad · ACS Nano · 2009 · 3 · 1610.1021/nn900002m ↗
2. Ferrer · ACS Nano · 2020 · 14 · 168210.1021/acsnano.9b07254 ↗
3. Medintz · Nat. Mater. · 2005 · 4 · 43510.1038/nmat1390 ↗
4. Biju · Chem. Soc. Rev. · 2014 · 43 · 74410.1039/C3CS60273G ↗
5. He · Colloids Surf., B · 2014 · 124 · 11810.1016/j.colsurfb.2014.06.002 ↗
6. Chinen · Chem. Rev. · 2015 · 115 · 1053010.1021/acs.chemrev.5b00321 ↗
7. Kelf · Nanotechnology · 2010 · 21 · 28510510.1088/0957-4484/21/28/285105 ↗
8. Lee · Nano Lett. · 2012 · 12 · 632210.1021/nl303421h ↗
9. Riet · Methods Mol. Biol. · 2013 · 969 · 18710.1007/978-1-62703-260-5_12 ↗
10. June · Science · 2018 · 359 · 136110.1126/science.aar6711 ↗
11. Yang · Biomater. Sci. · 2018 · 7 · 11310.1039/C8BM01208C ↗
12. Chen · Nat. Commun. · 2016 · 7 · 1319310.1038/ncomms13193 ↗
13. Duan · J. Am. Chem. Soc. · 2016 · 138 · 1668610.1021/jacs.6b09538 ↗
14. Zhang · J. Controlled Release · 2019 · 306 · 1510.1016/j.jconrel.2019.05.036 ↗
15. Chu · Nat. Commun. · 2019 · 10 · 283910.1038/s41467-019-10847-0 ↗
16. Schmid · Nat. Commun. · 2017 · 8 · 174710.1038/s41467-017-01830-8 ↗
17. Rosi · Chem. Rev. · 2005 · 105 · 154710.1021/cr030067f ↗
18. Liu · Angew. Chem., Int. Ed. · 2007 · 46 · 202310.1002/anie.200604295 ↗
19. Gamrad · Sci. Rep. · 2016 · 6 · 2870910.1038/srep28709 ↗
20. Li · J. Controlled Release · 2016 · 231 · 1710.1016/j.jconrel.2016.01.044 ↗
21. Mitchell · J. Am. Chem. Soc. · 1999 · 121 · 812210.1021/ja991662v ↗
22. Ravindran · J. Biol. Chem. · 2013 · 288 · 1609810.1074/jbc.M113.450585 ↗
23. Smith · Adv. Drug Delivery Rev. · 2008 · 60 · 122610.1016/j.addr.2008.03.015 ↗
24. Foubert · TrAC, Trends Anal. Chem. · 2016 · 83 · 3110.1016/j.trac.2016.07.008 ↗
25. Boeneman · ACS Nano · 2013 · 7 · 377810.1021/nn400702r ↗
26. Dubertret · Science · 2002 · 298 · 175910.1126/science.1077194 ↗
27. Wu · Nat. Biotechnol. · 2003 · 21 · 4110.1038/nbt764 ↗
28. Uyeda · J. Am. Chem. Soc. · 2005 · 127 · 387010.1021/ja044031w ↗
29. Liu · J. Am. Chem. Soc. · 2010 · 132 · 47210.1021/ja908137d ↗
30. Aizik · Nano Lett. · 2019 · 19 · 584410.1021/acs.nanolett.9b01027 ↗
31. Delehanty · Anal. Bioanal. Chem. · 2009 · 393 · 109110.1007/s00216-008-2410-4 ↗
32. Safi · Bioconjugate Chem. · 2017 · 28 · 6410.1021/acs.bioconjchem.6b00609 ↗
33. Koshman · J. Mol. Cell. Cardiol. · 2008 · 45 · 85310.1016/j.yjmcc.2008.08.006 ↗
34. Shen · ACS Nano · 2009 · 3 · 91510.1021/nn800870r ↗
35. Delehanty · Integr. Biol. · 2010 · 2 · 26510.1039/c0ib00002g ↗
36. Derivery · J. Am. Chem. Soc. · 2017 · 139 · 1017210.1021/jacs.7b02952 ↗
37. Figueiredo · Small · 2019 · 15 · e190142710.1002/smll.201901427 ↗
38. Ravindran · Exp. Cell Res. · 2014 · 325 · 14810.1016/j.yexcr.2014.01.018 ↗
39. Xiao · J. Nanobiotechnol. · 2010 · 8 · 1310.1186/1477-3155-8-13 ↗
40. Guo · ACS Appl. Mater. Interfaces · 2017 · 9 · 934810.1021/acsami.6b15703 ↗
41. Walters · ASN Neuro · 2015 · 7 · 175909141559238910.1177/1759091415592389 ↗
42. Geys · Environ. Health Perspect. · 2008 · 116 · 160710.1289/ehp.11566 ↗
43. Jaiswal · Nat. Methods · 2004 · 1 · 7310.1038/nmeth1004-73 ↗
44. Frohlich · Int. J. Nanomed. · 2012 · 7 · 557710.2147/IJN.S36111 ↗
45. Nagy · ACS Nano · 2013 · 7 · 839710.1021/nn305532k ↗
46. Wagner · Anal. Bioanal. Chem. · 2010 · 397 · 321310.1007/s00216-010-3847-9 ↗
47. Galdiero · Int. J. Nanomed. · 2016 · 11 · 419910.2147/IJN.S107752 ↗
48. Cai · Nanoscale Res. Lett. · 2007 · 2 · 26510.1007/s11671-007-9061-9 ↗
49. Sheung · J. Phys. Chem. C Nanomater. Interfaces · 2018 · 122 · 1740610.1021/acs.jpcc.8b02516 ↗
50. Balagopalan · Nat. Rev. Immunol. · 2011 · 11 · 2110.1038/nri2903 ↗
51. Huang · Biomed. Opt. Express · 2011 · 2 · 137710.1364/BOE.2.001377 ↗
52. Ovesny · Bioinformatics · 2014 · 30 · 238910.1093/bioinformatics/btu202 ↗
53. Mensch · Environ. Sci. Nano · 2020 · 7 · 14910.1039/C9EN00996E ↗
54. Li · Sci. Rep. · 2016 · 6 · 3266210.1038/srep32662 ↗
55. Hong · Analyst · 2020 · 145 · 313110.1039/D0AN00010H ↗
56. Xiang · Nat. Methods · 2020 · 17 · 52410.1038/s41592-020-0793-0 ↗
57. Derivery · Nature · 2015 · 528 · 28010.1038/nature16443 ↗
58. Zajac · Curr. Biol. · 2013 · 23 · 117310.1016/j.cub.2013.05.015 ↗
59. Opazo · Neuron · 2010 · 67 · 23910.1016/j.neuron.2010.06.007 ↗
60. Groc · J. Neurosci. · 2007 · 27 · 1243310.1523/JNEUROSCI.3349-07.2007 ↗
61. Panja · J. Phys. Chem. Lett. · 2020 · 11 · 236310.1021/acs.jpclett.0c00176 ↗
62. Anas · ACS Nano · 2009 · 3 · 241910.1021/nn900663r ↗
63. Chanaday · FEBS Lett. · 2018 · 592 · 360610.1002/1873-3468.13268 ↗
64. Kirchhausen · Methods Enzymol. · 2008 · 438 · 7710.1016/S0076-6879(07)38006-3 ↗
65. Huang · Nat. Methods · 2008 · 5 · 104710.1038/nmeth.1274 ↗
66. Wu · J. Immunol. · 2009 · 183 · 562210.4049/jimmunol.0901772 ↗
67. Lim · Immunol. Cell Biol. · 2011 · 89 · 83610.1038/icb.2011.20 ↗
68. Chen · Science · 2014 · 346 · 125799810.1126/science.1257998 ↗
69. Rosenberg · Cell Syst. · 2020 · 10 · 43310.1016/j.cels.2020.04.006 ↗
70. Snee · Acc. Chem. Res. · 2018 · 51 · 294910.1021/acs.accounts.8b00405 ↗
71. Chen · J. Am. Chem. Soc. · 2008 · 130 · 374410.1021/ja711252n ↗