Biological Applications of Rare-Earth Based Nanoparticles
Source abstract
Abstract
Biomedicine and cell and molecular biology require powerful imaging techniques of the single molecule scale to the whole organism, either for fundamental science or diagnosis. These applications are however often limited by the optical properties of the available probes. Moreover, in cell biology, the measurement of the cell response with spatial and temporal resolution is a central instrumental problem. This has been one of the main motivations for the development of new probes and imaging techniques either for biomolecule labeling or detection of an intracellular signaling species. The weak photostability of genetically encoded probes or organic dyes has motivated the interest for different types of nanoparticles for imaging such as quantum dots, nanodiamonds, dye-doped silica particles, or metallic nanoparticles. One of the most active fields of research in the past decade has thus been the development of rare-earth based nanoparticles, whose optical properties and low cytotoxicity are promising for biological applications. Attractive properties of rare-earth based nanoparticles include high photostability, absence of blinking, extremely narrow emission lines, large Stokes shifts, long lifetimes that can be exploited for retarded detection schemes, and facile functionalization strategies. The use of specific ions in their compositions can be moreover exploited for oxidant detection or for implementing potent contrast agents for magnetic resonance imaging. In this review, we present these different applications of rare-earth nanoparticles for biomolecule detection and imaging in vitro, in living cells or in small animals. We highlight how chemical composition tuning and surface functionalization lead to specific properties, which can be used for different imaging modalities. We discuss their performances for imaging in comparison with other probes and to what extent they could constitute a central tool in the future of molecular and cell biology.
Source: openalex_inverted_index · Quality: baseline
Research context
OpenAlex topics: Nanocluster Synthesis and Applications · Nanoplatforms for cancer theranostics · Lanthanide and Transition Metal Complexes
SciVX discovery tags are terminology-based. OpenAlex topics are source-provided classifications.
Affiliations
Laboratoire d’Optique et Biosciences, Ecole Polytechnique, CNRS UMR7645 INSERM U696, 91128 Palaiseau Cedex, France
Laboratoire de Physique de la Matière Condensée, Ecole Polytechnique, CNRS UMR7643 911128 Palaiseau Cedex, France
References (100+)
Show source-provided references
1. Tsien R. Y. · Trends Neurosci. · 1988 · 11 · 41910.1016/0166-2236(88)90192-0 ↗
2. Cathcart R. · Anal. Biochem. · 1983 · 134 · 11110.1016/0003-2697(83)90270-1 ↗
3. Michalet X. · Science · 2005 · 307 · 53810.1126/science.1104274 ↗
4. Medintz I. L. · Nat. Mater. · 2005 · 4 · 43510.1038/nmat1390 ↗
5. Dahan M. · Science · 2003 · 302 · 44210.1126/science.1088525 ↗
6. Bouzigues C. · Biophys. J. · 2007 · 92 · 65410.1529/biophysj.106.094524 ↗
7. Dubertret B. · Science · 2002 · 298 · 175910.1126/science.1077194 ↗
8. Luccardini C. · Langmuir · 2006 · 22 · 230410.1021/la052704y ↗
9. Faklaris O. · Small · 2008 · 4 · 223610.1002/smll.200800655 ↗
10. Chang I. P. · J. Am. Chem. Soc. · 2008 · 130 · 1547610.1021/ja804253y ↗
11. Faklaris O. · ACS Nano · 2009 · 3 · 395510.1021/nn901014j ↗
12. Santra S. · J. Biomed. Opt. · 2001 · 6 · 16010.1117/1.1353590 ↗
13. Ow H. · Nano Lett. · 2005 · 5 · 11310.1021/nl0482478 ↗
14. Lasne D. · Biophys. J. · 2006 · 91 · 459810.1529/biophysj.106.089771 ↗
15. Klein S. · J. Biomed. Opt. · 2010 · 15 · 03601510.1117/1.3461170 ↗
16. Shen J. · Dalton Trans. · 2008 · 14 · 568710.1039/b805306e ↗
17. Vetrone F. · Int. J. Nanotechnol. · 2008 · 5 · 130610.1504/IJNT.2008.019840 ↗
18. Dosev D. · J. Nanosci. Nanotechnol. · 2008 · 8 · 105210.1166/jnn.2008.18155 ↗
19. Escribano P. · J. Mater. Chem. · 2008 · 18 · 2310.1039/B710800A ↗
20. Petoud S. · J. Am. Chem. Soc. · 2003 · 125 · 1332410.1021/ja0379363 ↗
21. Selvin P. R. · Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. · 2002 · 31 · 27510.1146/annurev.biophys.31.101101.140927 ↗
22. Charbonniere L. J. · J. Am. Chem. Soc. · 2006 · 128 · 1280010.1021/ja062693a ↗
23. Pellegatti L. · Chem. Commun. · 2008 · 48 · 659110.1039/b817343e ↗
24. Riwotzki K. · J. Phys. Chem. B · 1998 · 105 · 1270910.1021/jp0113735 ↗
25. Huignard A. · Chem. Mater. · 2000 · 12 · 109010.1021/cm990722t ↗
26. Blasse G. · 199410.1007/978-3-642-79017-1 ↗
27. Amans D. · J. Phys. Chem. C · 2011 · 115 · 513110.1021/jp109387e ↗
28. Williams D. K. · J. Lumin. · 1999 · 83 · 29710.1016/S0022-2313(99)00114-3 ↗
29. Meyssamy H. · Adv. Mater. · 1999 · 11 · 84010.1002/(SICI)1521-4095(199907)11:10<840::AID-ADMA840>3.0.CO;2-2 ↗
30. Huignard A. · Chem. Mater. · 2002 · 14 · 226410.1021/cm011263a ↗
31. Feng W. · Coord. Chem. Rev. · 2010 · 254 · 103810.1016/j.ccr.2010.02.007 ↗
32. Beaurepaire E. · Nano Lett. · 2004 · 4 · 207910.1021/nl049105g ↗
33. Son A. · Anal. Biochem. · 2007 · 370 · 18610.1016/j.ab.2007.08.001 ↗
34. Wang L. · Luminescence · 2008 · 24 · 3910.1002/bio.1061 ↗
35. Hirai T. · Chem. Mater. · 2002 · 14 · 357610.1021/cm0202207 ↗
36. van de Rijke F. · Nat. Biotechnol. · 2001 · 19 · 27310.1038/85734 ↗
37. Yi G. · Chem. Mater. · 2002 · 14 · 291010.1021/cm0115416 ↗
38. Yi G. · Nano Lett. · 2004 · 4 · 219110.1021/nl048680h ↗
39. Kobayashi H. · J. Mater. Chem. · 2009 · 19 · 648110.1039/b910512c ↗
40. Wu S. · Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. · 2009 · 106 · 1091710.1073/pnas.0904792106 ↗
41. Mialon G. · J. Phys. Chem. C · 2009 · 113 · 1869910.1021/jp907176x ↗
42. le Masne de Chermont Q. · Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. · 2007 · 104 · 926610.1073/pnas.0702427104 ↗
43. Lehmann O. · J. Am. Chem. Soc. · 2004 · 126 · 1493510.1021/ja031826e ↗
44. Murray K. · Analyst · 2010 · 135 · 213210.1039/c0an00222d ↗
45. Shao Y. Z. · Contrast Media Mol. Imaging · 2011 · 6 · 11010.1002/cmmi.412 ↗
46. Soukka T. · Springer Ser. Fluoresc. · 2011 · 7 · 8910.1007/4243_2010_11 ↗
47. Yang J. · J. Biomed. Opt. · 2011 · 16 · 06601210.1117/1.3593003 ↗
48. Ma Z. Y. · Nanotechnology · 2009 · 20 · 08560810.1088/0957-4484/20/8/085608 ↗
49. Xie C. N. · J. Fluoresc. · 2009 · 19 · 62310.1007/s10895-008-0453-8 ↗
50. Xu Y. · Clin. Chem. · 2007 · 53 · 150310.1373/clinchem.2006.078485 ↗
51. Samuel J. · Chem. Commun. · 2010 · 46 · 264710.1039/b926031e ↗
52. Huhtinen P. · Anal. Chem. · 2005 · 77 · 264310.1021/ac048360i ↗
53. Huhtinen P. · Anal. Chim. Acta · 2008 · 630 · 21110.1016/j.aca.2008.09.068 ↗
54. Näreoja T. · J. Immunol. Methods · 2009 · 345 · 8010.1016/j.jim.2009.04.008 ↗
55. Basiruddin S. K. · J. Phys. Chem. C · 2010 · 114 · 1100910.1021/jp100844d ↗
56. Casanova D. · J. Am. Chem. Soc. · 2007 · 129 · 1259210.1021/ja0731975 ↗
57. Giaume D. · Langmuir · 2008 · 24 · 1101810.1021/la8015468 ↗
58. Johnson N. J. · Nanoscale · 2010 · 2 · 77110.1039/b9nr00379g ↗
59. Dong A. · J. Am. Chem. Soc. · 2011 · 133 · 99810.1021/ja108948z ↗
60. Safi M. · Nanotechnology · 2010 · 21 · 14510310.1088/0957-4484/21/14/145103 ↗
61. Mornet S. · J. Mater. Chem. · 2004 · 14 · 216110.1039/b402025a ↗
62. Bridot J.-L. · J. Am. Chem. Soc. · 2007 · 129 · 507610.1021/ja068356j ↗
63. Park Y. I. · Adv. Mater. · 2009 · 21 · 446710.1002/adma.200901356 ↗
64. Hifumi H. · J. Am. Chem. Soc. · 2006 · 128 · 1509010.1021/ja066442d ↗
65. Hifumi H. · J. Mater. Chem. · 2009 · 19 · 639310.1039/b902134e ↗
66. Li Y. L. · Laser Phys. · 2011 · 21 · 67710.1134/S1054660X1107019X ↗
67. Wright J. C. · Top. Appl. Phys. · 1976 · 15 · 23910.1007/BFb0111143 ↗
68. Heer S. · Angew. Chem., Int. Ed. · 2002 · 42 · 317910.1002/anie.200351091 ↗
69. Mialon G. · J. Phys. Chem. C · 2010 · 114 · 2244910.1021/jp107900z ↗
70. Casanova D. · Appl. Phys. Lett. · 2006 · 89 · 25310310.1063/1.2405871 ↗
71. Casanova D. · J. Phys. Chem. B · 2006 · 110 · 1926410.1021/jp063229v ↗
72. Mialon G. · J. Lumin. · 2009 · 129 · 170610.1016/j.jlumin.2009.01.039 ↗
73. Mialon G. · ACS Nano · 2008 · 2 · 250510.1021/nn8005784 ↗
74. Wang H.-Q. · ACS Nano · 2009 · 3 · 380410.1021/nn9012093 ↗
75. Dosev D. · J. Biomed. Opt. · 2005 · 10 · 06400610.1117/1.2136347 ↗
76. Idris N. M. · Biomaterials · 2009 · 30 · 510410.1016/j.biomaterials.2009.05.062 ↗
77. Casanova D. · Nat. Nanotechnol. · 2009 · 4 · 58110.1038/nnano.2009.200 ↗
78. Mahler B. · Nat. Mater. · 2008 · 7 · 65910.1038/nmat2222 ↗
79. Wang X. · Nature · 2009 · 459 · 68610.1038/nature08072 ↗
80. Türkcan, S.; Casanova, D.; Masson, J.B.; Mialon, G.; Popoff, M. R.; Gacoin, T.; Boilot, J.P.; Alexandrou, A.Observing the Confinement Potential of Bacterial Pore-Forming Toxin Receptors with Nonblinking Eu3+-doped Oxide Nanoparticles. Unpublished work.
81. Dabbousi B. O. · J. Phys. Chem. B · 1997 · 101 · 946310.1021/jp971091y ↗
82. Leatherdale C. A. · J. Phys. Chem. B · 2002 · 106 · 761910.1021/jp025698c ↗
83. Grabolle M. · Ann. N.Y. Acad. Sci. · 2008 · 1130 · 23510.1196/annals.1430.021 ↗
84. Dahan M. · Opt. Lett. · 2001 · 26 · 82510.1364/OL.26.000825 ↗
85. Wee T. S. · J. Phys. Chem. A · 2007 · 111 · 937910.1021/jp073938o ↗
86. Davies G. · 1994
87. Jamieson T. · Biomaterials · 2007 · 28 · 471710.1016/j.biomaterials.2007.07.014 ↗
88. Bottrill M. · Chem. Commun. · 2011 · 47 · 703910.1039/c1cc10692a ↗
89. Nyk M. · Nano Lett. · 2008 · 8 · 383410.1021/nl802223f ↗
90. Lewinski N. · Small · 2008 · 4 · 2610.1002/smll.200700595 ↗
91. Son A. · J. Nanosci. Nanotechnol. · 2008 · 8 · 246310.1166/jnn.2008.18279 ↗
92. Son A. · Anal. Bioanal. Chem. · 2008 · 390 · 182910.1007/s00216-008-1892-4 ↗
93. Ogata A. · J. Immunol. Methods · 1992 · 148 · 1510.1016/0022-1759(92)90153-K ↗
94. Moore E. G. · Acc. Chem. Res. · 2009 · 42 · 54210.1021/ar800211j ↗
95. Sapsford K. E. · Angew. Chem., Int. Ed. · 2006 · 45 · 456210.1002/anie.200503873 ↗
96. Mathis G. · J. Biomol. Screen. · 1999 · 4 · 30910.1177/108705719900400605 ↗
97. Cummings R. T. · Anal. Biochem. · 1999 · 10 · 7910.1006/abio.1999.4021 ↗
98. Ghose S. · J. All. Comp. · 2008 · 451 · 3510.1016/j.jallcom.2007.04.054 ↗
99. Härmä H. · Anal. Chem. · 2008 · 80 · 978110.1021/ac801960c ↗
100. Pihlasalo S. · Anal. Chem. · 2010 · 82 · 928210.1021/ac1017869 ↗