Spatial modulation spectroscopy for imaging and quantitative analysis of single dye-doped organic nanoparticles inside cells
Source abstract
Abstract
Imaging of non-fluorescent nanoparticles in complex biological environments, such as the cell cytosol, is a challenging problem. For metal nanoparticles, Rayleigh scattering methods can be used, but for organic nanoparticles, such as dye-doped polymer beads or lipid nanoparticles, light scattering does not provide good contrast. In this paper, spatial modulation spectroscopy (SMS) is used to image single organic nanoparticles doped with non-fluorescent, near-IR croconaine dye. SMS is a quantitative imaging technique that yields the absolute extinction cross-section of the nanoparticles, which can be used to determine the number of dye molecules per particle. SMS images were recorded for particles within EMT-6 breast cancer cells. The measurements allowed mapping of the nanoparticle location and the amount of dye in a single cell. The results demonstrate how SMS can facilitate efforts to optimize dye-doped nanoparticles for effective photothermal therapy of cancer.
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Research context
OpenAlex topics: Spectroscopy Techniques in Biomedical and Chemical Research · Advanced Fluorescence Microscopy Techniques · Photoreceptor and optogenetics research
SciVX discovery tags are terminology-based. OpenAlex topics are source-provided classifications.
Affiliations
Department of Chemistry and Biochemistry
University of Notre Dame
Notre Dame, USA
Funding
National Institutes of Health · Division of Chemistry · Office of Naval Research
References (63)
Show source-provided references
1. Konig · J. Microsc. · 2000 · 200 · 8310.1046/j.1365-2818.2000.00738.x ↗
2. Lippincott-Schwartz · Nat. Rev. Mol. Cell Biol. · 2001 · 2 · 44410.1038/35073068 ↗
3. Jares-Erijman · Nat. Biotechnol. · 2003 · 21 · 138710.1038/nbt896 ↗
4. Bolte · J. Microsc. · 2006 · 224 · 21310.1111/j.1365-2818.2006.01706.x ↗
5. Hess · Biophys. J. · 2006 · 91 · 425810.1529/biophysj.106.091116 ↗
6. Willig · Nat. Methods · 2006 · 3 · 72110.1038/nmeth922 ↗
7. Bates · Science · 2007 · 317 · 174910.1126/science.1146598 ↗
8. Fernandez-Suarez · Nat. Rev. Mol. Cell Biol. · 2008 · 9 · 92910.1038/nrm2531 ↗
9. Huang · Science · 2008 · 319 · 81010.1126/science.1153529 ↗
10. Shroff · Nat. Methods · 2008 · 5 · 41710.1038/nmeth.1202 ↗
11. Eggeling · Nature · 2009 · 457 · 115910.1038/nature07596 ↗
12. Huang · Annu. Rev. Biochem. · 2009 · 78 · 99310.1146/annurev.biochem.77.061906.092014 ↗
13. Schultz · Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. · 2000 · 97 · 99610.1073/pnas.97.3.996 ↗
14. West · Annu. Rev. Biomed. Eng. · 2003 · 5 · 28510.1146/annurev.bioeng.5.011303.120723 ↗
15. Jain · Acc. Chem. Res. · 2008 · 41 · 157810.1021/ar7002804 ↗
16. Boisselier · Chem. Soc. Rev. · 2009 · 38 · 175910.1039/b806051g ↗
17. Filonov · Nat. Biotechnol. · 2011 · 29 · 75710.1038/nbt.1918 ↗
18. Welsher · Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. · 2011 · 108 · 894310.1073/pnas.1014501108 ↗
19. Pansare · Chem. Mater. · 2012 · 24 · 81210.1021/cm2028367 ↗
20. Rurack · Anal. Chem. · 2011 · 83 · 123210.1021/ac101329h ↗
21. Collins · Chem. Sci. · 2013 · 4 · 255710.1039/c3sc50535a ↗
22. Boyer · Science · 2002 · 297 · 116010.1126/science.1073765 ↗
23. Berciaud · Phys. Rev. Lett. · 2004 · 93 · 25740210.1103/PhysRevLett.93.257402 ↗
24. Cognet · Anal. Chem. · 2008 · 80 · 228810.1021/ac086020h ↗
25. Gaiduk · Science · 2010 · 330 · 35310.1126/science.1195475 ↗
26. Selmke · ACS Nano · 2012 · 6 · 274110.1021/nn300181h ↗
27. Arbouet · Phys. Rev. Lett. · 2004 · 93 · 12740110.1103/PhysRevLett.93.127401 ↗
28. Crut · Chem. Soc. Rev. · 2014 · 43 · 392110.1039/c3cs60367a ↗
29. Berciaud · Nano Lett. · 2007 · 7 · 120310.1021/nl062933k ↗
30. Zijlstra · Nat. Nanotechnol. · 2012 · 7 · 37910.1038/nnano.2012.51 ↗
31. Blancon · Nat. Commun. · 2013 · 4 · 254210.1038/ncomms3542 ↗
32. McDonald · Rev. Sci. Instrum. · 2013 · 84 · 11310410.1063/1.4829656 ↗
33. van Dijk · Phys. Chem. Chem. Phys. · 2006 · 8 · 348610.1039/b606090k ↗
34. Baida · Nano Lett. · 2009 · 9 · 346310.1021/nl901672b ↗
35. Juve · Nano Lett. · 2013 · 13 · 223410.1021/nl400777y ↗
36. Zhang · ACS Nano · 2008 · 2 · 169610.1021/nn800275r ↗
37. Fang · Langmuir · 2010 · 26 · 1695810.1021/la103576a ↗
38. Cheng · Adv. Funct. Mater. · 2013 · 23 · 589310.1002/adfm.201301045 ↗
39. Mathew · ACS Nano · 2013 · 7 · 890810.1021/nn403384k ↗
40. Zheng · ACS Nano · 2013 · 7 · 205610.1021/nn400334y ↗
41. Gong · Adv. Funct. Mater. · 2014 · 24 · 649210.1002/adfm.201401451 ↗
42. S. Guha , S. K.Shaw, G. T.Spence, F. M.Roland and B. D.Smith, 2015, submitted
43. O'Neal · Cancer Lett. · 2004 · 209 · 17110.1016/j.canlet.2004.02.004 ↗
44. El-Sayed · Cancer Lett. · 2006 · 239 · 12910.1016/j.canlet.2005.07.035 ↗
45. Skrabalak · Adv. Mater. · 2007 · 19 · 317710.1002/adma.200701972 ↗
46. Spence · Chem. Sci. · 2013 · 4 · 424010.1039/c3sc51978c ↗
47. Spence · Chem. – Eur. J. · 2014 · 20 · 1262810.1002/chem.201403315 ↗
48. Gaiduk · ChemPhysChem · 2012 · 13 · 94610.1002/cphc.201100788 ↗
49. Chithrani · Nano Lett. · 2006 · 6 · 66210.1021/nl052396o ↗
50. Alkilany · J. Nanopart. Res. · 2010 · 12 · 231310.1007/s11051-010-9911-8 ↗
51. Havard · J. Chem. Phys. · 2014 · 140 · 07420310.1063/1.4865833 ↗
52. Devadas · Appl. Opt. · 2013 · 52 · 780610.1364/AO.52.007806 ↗
53. Martini · J. Phys. Chem. B · 1997 · 101 · 482610.1021/jp9702964 ↗
54. Maiti · J. Phys. Chem. B · 1998 · 102 · 152810.1021/jp9723372 ↗
55. Hasobe · J. Am. Chem. Soc. · 2005 · 127 · 1188410.1021/ja050687t ↗
56. Kelf · Nanotechnology · 2010 · 21 · 28510510.1088/0957-4484/21/28/285105 ↗
57. Chapman · J. Clin. Pathol. · 1981 · 34 · 108310.1136/jcp.34.10.1083 ↗
58. Kang · J. Am. Chem. Soc. · 2010 · 132 · 151710.1021/ja9102698 ↗
59. Qiu · Biomaterials · 2010 · 31 · 760610.1016/j.biomaterials.2010.06.051 ↗
60. Pérez-Hernández · ACS Nano · 2015 · 9 · 5210.1021/nn505468v ↗
61. Melamed · ACS Nano · 2015 · 9 · 610.1021/acsnano.5b00021 ↗
62. Qin · Chem. Soc. Rev. · 2012 · 41 · 119110.1039/C1CS15184C ↗
63. Wang · Nano Lett. · 2011 · 11 · 77210.1021/nl103992v ↗